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Experimentelle Pflanzenphysiologie

Band 2 Einführung in die Anwendungen
Springer Verlag GmbH
ISBN/EAN: 9783540512158
Umbreit-Nr.: 435074

Sprache: Deutsch
Umfang: xx, 458 S., 71 s/w Illustr., 458 S. 71 Abb.
Format in cm: 2.5 x 20.5 x 12.5
Einband: kartoniertes Buch

Erschienen am 15.09.1989
€ 54,99
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  • Zusatztext

    • Diese Einführung in die Methoden enthält konkrete Anleitungen zur Durchführung von Experimenten, wie sie jeder Student im Rahmen seiner Praktika zur Pflanzenphysiologie zu absolvieren hat. Diese Experimente sind in zwei Kategorien eingeteilt: zuerst "Demonstrations-Experimente" als in der Regel einfach auszuführende Versuche zur Veranschaulichung bestimmter physiologischer Sachverhalte. Sie haben vor allem didaktischen Charakter und sind weitgehend deduktiv dargestellt. Im Gegensatz dazu stellt die andere Kategorie "Analytische Experimente" vor, für die eine induktive Darstellungsweise gewählt wurde. Das Thema dieser Versuche ist als "Problem" formuliert, und ihre Durchführung wird im Detail nur für ein "Grundexperiment" dargestellt, welches den prinzipiellen experimentellen Ansatz und die Methodenbeschreibung enthält. Mit diesen Anleitungen ist es dann möglich, die entsprechenden physiologischen oder methodischen Fragestellungen selbständig zu bearbeiten.

  • Schlagzeile
    • Inhaltsangabe1. Qualitative und quantitative Analyse von Pflanzenmaterial.- Vorbemerkungen.- Demonstrationsexperimente.- 1.1 Chemischer Nachweis der Makroelemente.- 1.2 Biologischer Nachweis verschiedener Kohlenhydrate mit Bäckerhefe.- 1.3 Präparative Trennung der Carotin-Isomeren aus Karottenwurzeln durch Säulenchromatographie.- Analytische Experimente.- 1.4 Bestimmung von Frischmasse, Trockenmasse und Wassergehalt bei Weizenkeimlingen.- 1.5 Chemischer Nachweis verschiedener Kohlenhydrate.- 1.6 Isolierung und Nachweis von Fett (Triacylglycerol).- A.SOXHLET-Extraktion16.- B. Extraktion nach BLIGH und DYER.- C. Nachweis von Fett in der Lipidfraktion.- 1.7 Isolierung und Nachweis von Protein.- 1.8 Isolierung und Nachweis von Nucleinsäuren.- 1.9 Trennung der Blütenfarbstoffe (Flavonoide) der Rose.- A. Zweidimensionale chromatographische Analyse der Flavonoid-Glycoside.- B. Chromatographische Analyse der Flavonoid-Aglyca nach saurer Hydrolyse.- 1.10 Isolierung und Nachweis der Alkaloide des Schöllkrauts.- 1.11 Bestimmung und Trennung der Photosynthesepigmente.- A. Bestimmung der Pigmente im Rohextrakt.- B. Isolierung der Pigmente durch Dünnschichtchromatographie.- 1.12 Bestimmung der Speicherstoffe von Samen: Vergleichende Messungen an Weizen, Erbse und Raps.- A. Proteinbestimmung.- B. Stärkebestimmung.- C. Triacylglycerolbestimmung.- 1.13 Bestimmung des Gesamt-Zuckergehalts und des Ascorbatgehalts in Früchten.- A. Zuckerbestimmung.- B. Ascorbatbestimmung.- 2. Enzyme.- Vorbemerkungen.- Demonstrationsexperimente.- 2.1 Qualitativer Nachweis einiger Enzyme (Katalase, Peroxidase, Phenoloxidase, Amylase, Phosphorylase).- 2.2 Histochemischer Enzymnachweis (Peroxidase).- 2.3 Präparative enzymatische Darstellung von Glucose-1-Phosphat.- Analytische Experimente.- 2.4 Nachweis und quantitative Bestimmung von Proteinase (Endopeptidase) aus Maisendosperm mit einem Radial-diffusionstest.- 2.5 Die kinetische Charakterisierung eines Enzyms (Peroxidase der Meerrettichwurzel).- 2.6 Elektrophoretische Trennung von Isoenzymen (Peroxidase und Katalase von Senfkeimlingen).- 2.7 Operationale Kriterien der Enzymaktivitätsbestimmung (Fumarase in den Kotyledonen des Senfkeimlings).- 3. Isolierung von Zellen, Protoplasten und Organellen.- Vorbemerkungen.- Demonstrationsexperiment.- 3.1 Isolierung von Zellen aus Geweben.- Analytische Experimente.- 3.2 Isolierung von Protoplasten aus Haferblättern.- 3.3 Isolierung von Chloroplasten aus Spinatblättern.- A. Isolierung durch fraktionierende Zentrifugation (ungereinigte Chloroplasten).- B. Weitere Reinigung durch Dichtegradientenzentrifugation.- 3.4 Isolierung von Mitochondrien aus Kartoffelknollen.- 3.5 Trennung und enzymatische Charakterisierung von Chloroplasten, Mitochondrien und Peroxisomen aus Gurkenkotyledonen.- 4. Photosynthese.- Vorbemerkungen.- Demonstrationsexperimente.- 4.1 Photoreduktion von Methylenblau (Modellreaktion zur Funktion des photochemisch aktiven Chlorophylls).- 4.2 Fluoreszenz von Chlorophyll in vitro und in vivo.- 4.3 Licht, CO2, Chlorophyll und Enzyme als essentielle Faktoren der Photosynthese.- 4.4 Bildung von Assimilationsstärke im Blatt.- 4.5 Nachweis der Akkumulation von K+in den Schließzellen bei der lichtinduzierten Stomataöffnung.- Analytische Experimente.- 4.6 Polarographische Messung der photosynthetischen O2-Produktion (O2-Elektrode).- 4.7 Demonstration und Messung des photosynthetischen Elektronentransports (HILL-Reaktion) an isolierten Chloroplasten.- A. Demonstration der HILL-Reaktion.- B. Photometrische Messung der HILL-Reaktion.- 4.8 Messung der lichtinduzierten Protonenpumpe an isolierten Thylakoiden.- 4.9 Photosynthetische CO2-Fixierung und Assimilattranslocation im Blatt der Gartenbohne.- 4.10 Induktion des diurnalen Säurerhythmus bei der fakultativen CAM-Pflanze Mesembryanthemum crystallinum.- A. Messung des pH-Werts und des Säuregehalts.- B. Messung des Malatgehalts.- 4.11 Bestimmung des Lichtkompensationspunktes und des CO2-Kompensationspunktes der Photosynthese.- A. Lichtkomp